Бюлл. Экспер. Биол. и Медицины.-2000.-№10.-С.449-452

ОДНОКРАТНАЯ ЭНДОТОКСИНОВАЯ АГРЕССИЯ ВЫЗЫВАЕТ ДОЗОНЕЗАВИСИМУЮ ОБРАТИМУЮ АКТИВАЦИЮ КЛЕТОК ИТО ПЕЧЕНИ КРЫС БЕЗ ТРАНСДИФФЕРЕНЦИРОВКИ ИХ В МИОФИБРОБЛАСТЫ

И.М. Салахов, А.С. Созинов, С.Р. Абдулхаков, А.П. Киясов, Н.Л. Лысова, М.Ю. Яковлев

Институт общей и клинической патологии Клинико-диагностического общества, Москва; Казанский государственный медицинский университет

Исследовали воздействие липополисахарида грамотрицательных бактерий на гепатоциты и синусовдные клетки печени крыс в эксперименте. Степень повреждения и регенерационный потенциал печени оценивали по выраженности активации перисинусоидальных клеток Ито и пролиферативной активности клеток печени. Компенсаторно-восста­новительные реакции в печени при воздействии липополисахарида выражались в проли­ферации клеток печени и обратимой активации клеток Ито без трансдифференцировки их в миофибробласты.

Ключевые слова: эндотоксин, клетки Ито, гепатоциты, компенсаторно-приспособительные процессы


Основным источником эндотоксина в организме является грамотрицательная флора кишечника. В настоящее время не вызывает сомнений тот факт, что печень является основным органом, осуществляющим клиренс эндотоксина [3,4]. Эн­дотоксин захватывается в первую очередь клет­ками Купфера (КК), взаимодействуя с мембран­ным рецептором CD 14. С рецептором может связываться как сам липополисахарид (ЛПС), так и его комплекс с липид А-связывающим бел­ком плазмы [2]. Взаимодействие ЛПС с макро­фагами печени запускает каскад реакций, в ос­нове которых лежат выработка и высвобожде­ние цитокинов и других биологически активных медиаторов [2,7].

Имеется много публикаций о роли макрофа­гов печени (КК) в захвате и клиренсе бактери­ального ЛПС, однако взаимодействие эндотелия с другими мезенхимальными клетками, в част­ности, с перисинусоидальными клетками Ито, практически не изучено.

МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЯ

Белым крысам-самцам массой 200 г внутрибрюшинно в 1 мл стерильного физиологического раствора вводили высокоочищенный лиофилизированный ЛПС Е. coli штамм 0111 в дозах 0.5, 2.5, 10, 25 и 50 мг/кг. На сроках 0.5, 1, 3, 6, 12, 24, 72 ч и 1 нед под наркозом извлекали внут­ренние органы и помещали их в забуференный 10% формалин. Материал заливали в парафино­вые блоки. Срезы толщиной 5 мкм окрашивали иммуногистохимическим стрептавидин-биотиновым методом антителами к десмину, α-гладко-мышечному актину (А-ГМА) и ядерному антиге­ну пролиферирующих клеток (PCNA, "Dako"). Десмин использовали в качестве маркера перисинусоидальных клеток Ито, А-ГМА — в качест­ве маркера миофибробластов, PCNA — проли­ферирующих клеток. Для выявления эндотокси­на в клетках печени использовали очищенные анти-Rе-гликолипидные антитела (Институт об­щей и клинической патологии КДО, Москва).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

При дозировке 25 мг/кг и выше через 6 ч после введения ЛПС наблюдали шок со смертельным исходом. Острое воздействие ЛПС на ткань пе­чени вызывало активацию клеток Ито, которая проявлялась увеличением их количества. Число десминположительных клеток увеличивалось с 6 ч после инъекции ЛПС и достигало максимума к 48-72 ч (рис. 1, а, б).

Рис. 1. Срезы печени кры­сы, обработанные LSAB-ме-ченными антителами к десмину (а, б) и α-гладкомышечному актину (в), х400 (а, б), х200 (в).

а — до введения эндотокси­на, единичные десминположительные клетки Ито в перипортальной зоне; б — 72 ч после введения эндотокси­на: многочисленные десминположительные клетки Ито; в — 120 ч после введения эн­дотоксина: α-гладкомышечный актин присутствует толь­ко в гладкомышечных клет­ках сосудов.

Через 1 нед число десминположительных клеток снижалось, но ос­тавалось выше контрольных показателей. При этом ни в одном случае мы не наблюдали появления А-ГМА-положительных клеток в синусои­дах печени. Внутренним положительным контролем при окрашивании антителами к А-ГМА служило выявление гладкомышечных клеток кро­веносных сосудов портальных трактов, содержа­щих А-ГМА (рис. 1, в). Следовательно, несмотря на увеличение количества клеток Ито, однократ­ное воздействие Л ПС не приводит к трансформации (трансдифференцировке) их в миофибробласты.

Рис. 2. Срезы печени крысы, обработанные LSAB-меченными ан­тителами к PCNA. а — до введения эн­дотоксина: единичные пролиферирующие гепатоциты, х200; б — 72 ч после введения эндотоксина: много­численные пролифе­рирующие гепатоциты,  х400.

Увеличение количества десминположительных клеток начиналось в пределах портальной зоны. С 6 ч до 24 ч после введения ЛПС перисинусоидальные клетки обнаруживались только вокруг портальных трактов, т.е. в 1-й зоне ацинуса. На сроках 48-72 ч, когда наблюдалось мак­симальное количество десминположительных кле­ток, они появлялись и в других зонах ацинуса; тем не менее большая часть клеток Ито распо­лагалась все же перипортально.

Возможно, это связано с тем, что перипор­тально расположенные КК первыми захватывают эндотоксин, поступающий из кишечника по во­ротной вене либо из системного кровотока. Ак­тивированные КК вырабатывают широкий спектр цитокинов, которые, как предполагается, запус­кают активацию клеток Ито и трансдифференцировку их в миофибробласты [5]. Очевидно, именно поэтому первыми на выброс цитокинов реагируют клетки Ито, расположенные вблизи активированных макрофагов печени (в 1-й зоне ацинуса). Однако в нашем исследовании мы не наблюдали их трансдифференцировки в миофиб­робласты, и это позволяет предположить, что выделяемые КК и гепатоцитами цитокины мо­гут служить фактором, поддерживающим уже начавшийся процесс трансдифференцировки, но они, вероятно, не способны запускать его при однократном воздействии ЛПС на печень.

Усиление пролиферативной активности кле­ток также наблюдалось преимущественно в 1-й зоне ацинуса. Вероятно, это говорит о том, что все (или практически все) процессы, направлен­ные на ауто- и паракринную регуляцию межкле­точных взаимодействий, протекают в перипортальных зонах. Увеличение количества пролиферирующих клеток наблюдали с 24 ч после вве­дения ЛПС; число положительных клеток уве­личивалось вплоть до 72 ч (максимум пролифе­ративной активности, рис. 2, а, б). Пролиферировали как гепатоциты, так и синусоидные клетки. Однако окрашивание на PCNA не дает возможности идентифицировать тип пролиферирующих синусоидных клеток. По данным лите­ратуры, действие эндотоксина приводит к увели­чению количества КК [4]. Полагают, что это про­исходит как за счет пролиферации макрофагов печени, так и за счет миграции моноцитов издругих органов [1]. Выбрасываемые КК цитоки­ны могут повышать пролиферативную способ­ность клеток Ито. Поэтому логично предполо­жить, что пролиферирующие клетки представле­ны перисинусоидальными клетками Ито. Заре­гистрированное нами увеличение их числа необ­ходимо, по-видимому, для повышения синтеза ростовых факторов и восстановления межкле­точного матрикса в условиях повреждения. Это может быть одним из звеньев компенсаторно-восстановительных реакций печени, поскольку клетки Ито являются основным источником компонентов межклеточного матрикса, фактора стволовых клеток и фактора роста гепатоцитов, которые участвуют в репарации и дифференцировке эпителиальных клеток печени [6]. Отсутст­вие же трансформации клеток Ито в миофибро­бласты свидетельствует о том, что одного эпизо­да эндотоксиновой агрессии недостаточно для развития фиброза печени.

Таким образом, острое воздействие эндоток­сина вызывает увеличение числа десминположи­тельных клеток Ито, что является косвенным признаком повреждения печени. Количество перисинусоидальных клеток возрастает, видимо, в результате их пролиферации. Однократный эпи­зод эндотоксиновой агрессии вызывает обрати­мую активацию перисинусоидальных клеток Ито и не приводит к их трансдифференцировке в миофибробласты. В связи с этим можно пред­положить, что в механизмах активации и транс­дифференцировки клеток Ито задействованы не только эндотоксин и цитокины, но и какие-то иные факторы межклеточных взаимодействий.

ЛИТЕРАТУРА

1.       Маянский Д.Н., Виссе Э., Декер К. // Новые рубежи гепатологии. Новосибирск, 1992.

2.       Салахов И.М., Ипатов А.И., Конев Ю.В., Яков­лев М.Ю. // Успехи соврем, биол. 1998. Т. 118, Вып. 1. С. 33-49.

3.       Яковлев М.Ю. // Казан. мед. журн. 1988. № 5. С. 353-358.

4.       Freudenberg N., Piotraschke J., Galanos C. et al. // Virchows Arch. [B]. 1992. Vol. 61. P. 343-349.

5.       Gressner A.M. // Hepatogastronterology. 1996. Vol. 43. P. 92-103.

6.       Schmidt C, Bladt F., Goedecke S. et al. // Nature. 1995. Vol. 373, N 6516. P. 699-702.

7.       Wisse E., Braet F., Luo D. et al. // Toxicol. Pathol. 1996. Vol. 24, N 1. P. 100-111.

Получено 17.04.00