Архив патологии-1988.-№11.-С.84-89

УДК  616-001.832-053.31-008.6-07

ОСТРЫЙ РЕСПИРАТОРНЫЙ ДИСТРЕСС-СИНДРОМ ПРИ ЭНДОТОКСИНОВОМ ШОКЕ

Ключевые   слова: острый респираторный дистресс-синдром, эндотоксиновый шок.

М. Ю. Яковлев, В. Н. Галанкин, А. И. Ипатов, Н. В. Аныкина, Н. О. Крюков, И. Л. Якушин (Москва)

Кафедры патологической анатомии (зав. — проф. С. И. Харлампович), внутренних бо­лезней № 2 (зав. — проф. Л. Л. Орлов) лечебного факультета Московского медицин­ского стоматологического института им. Н. А. Семашко, кафедра патологической мор­фологии (зав. — проф. В. Н. Галанкин) Университета дружбы народов им. Патриса Лумумбы


Эндотоксиновый шок (ЭШ), вызываемый продуктами разрушения грамотрицательной микрофлоры, приобретает в последние десяти­летия все более широкое распространение как осложнение многих инфекционных процессов [2, 3]. При этом тяжесть заболевания опре­деляется поражением жизненно важных орга­нов, в частности легких. Если до 50-х годов ведущим возбудителем генерализованной ин­фекции являлись кокки [1], то в последнее время ведущей становится грамотрицательная флора [2].

Повреждение легких при грамотрицатель­ной бактериемии было описано В. Waisbren в 1954 г. [цит. 32], а в 1985 г. I. Newman [38] квалифицировал грамотрицательный сепсис как причину острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС). Важнейшим патогенети­ческим агентом в развитии ОРДС является эндотоксин, освобождающийся при гибели грамотрицательных бактерий, который в своем составе имеет весьма агрессивные субстан­ции — комплексы липополисахаридов (ЛПС), служащие причиной повреждения как легких, так и других органов [13]. Следует отметить, что ОРДС развивается не только при грамот­рицательной сепсисе, но и при геморрагиче­ском, кардиогенном, травматическом шоках, ДВС-синдроме и др. [6, 8, 56]. Это позволяет предполагать наличие каких-то общих звеньев в патогенезе указанных состояний. Вполне возможно, что при грамотрицательном сепсисе таким  фактором   является  ЛПС;   более    того, ОРДС может развиваться в ситуациях, при которых в связи с повреждением печеночного барьера поступление ЛПС из кишечника в об­щий кровоток приобретает решающее значе­ние [5]. ЛПС из кишечника могут поступать при ряде состояний [34].

Гемодинамика малого круга кровообраще­ния при эндотоксинемии и ЭШ изучалась в многочисленных клинических и эксперимен­тальных работах. У людей грамотрицательный сепсис нередко вызывает гипоксемию и некардиогенный отек легких [52], который может в последующем завершиться обширным фибро­зом легких [21]. ОРДС возникает в основном в период от 24 до 48 ч развития ЭШ, прояв­ляясь признаками дис- и тахипноэ, резким снижением парциального давления кислорода в артериальной крови, что служит показанием к искусственной вентиляции легких (ИВЛ) с увеличением давления и воздухоносных путях до 60 мм вод. ст. [30].

Тяжелые формы ОРДС без лечения, как правило, заканчиваются смертельным исходом от дыхательной недостаточности в первые 48 ч [30]. В клинике ЭШ важное значение имеет тяжелая легочная гипертензия [41], ко­торая может быть причиной острой недоста­точности правого желудочка сердца [56]. При тяжелых формах ЭШ гемодинамическая си­туация клинически может напоминать ин­фаркт правого желудочка сердца [41] или тромбоэмболию легочной артерии [37], что подчеркивает  танатогенетическое  значение легочной     гипертензии       в       раннем       периоде ОРДС  [40].

Хотя бактериальные токсины были открыты 100 лет назад и с тех пор они входят в число наиболее широко исследуемых факторов ток­семии [28], структура ЛПС расшифрована лишь сравнительно недавно. В состав ЛПС входит липид А-липидный остов, состоящий из диглюкозамина, имеющего β1-6-связь с эстерифицированными жирными кислотами. При этом именно липид А обладает большинством биологически активных характеристик ЛПС [46]. ЛПС, полученный из различных грамотрицательных бактерий, имеет практически одинаковую биохимическую структуру с очень сходной биологической активностью [28]. Это обстоятельство позволяет сопоставить ре­зультаты исследований с использованием в мо­дельных опытах ЛПС различных микроорга­низмов. Несмотря на неодинаковую чувстви­тельность животных к ЛПС, ответ на его внутривенное введение качественно одинаков [13]. Более того, клинико-морфологические из­менения легких экспериментальных животных при ОРДС подобны развивающимся при ОРДС у человека [52], что позволяет изучать проблему в эксперименте.

Собаки при внутривенном введении доста­точно высокой дозы эндотоксина реагируют развитием ЭШ, меньшие дозы ЛПС могут быть причиной не резко выраженного отека легких [49]; однако этих доз бывает доста­точно для развития диффузного поражения легких у овец и легочной гипертензии у коров [20]. Уже через 5—10 мин после внутривен­ной инъекции ЛПС у кошки развивается ле­гочная гипертензия [43] с увеличением сосу­дистого сопротивления в 8—12 раз, которое значительно снижается при введении антигистаминного препарата [42]. Выраженное по­вышение концентрации тромбоксана В2 в кро­ви кошек спустя 1 ч после поступления ЛПС, равно как и профилактика легочной гипертен­зии с помощью ацетилсалициловой кислоты [43], свидетельствует об участии метаболитов арахидоновой кислоты в патогенезе ОРДС, что подтверждается значительным увеличением содержания тромбоксана В2 в крови больных при ЭШ [45]. К. Takekawa и соавт. [55] в опытах на собаках отметили параллелизм между легочной гипертензией, повышенной концентрацией тромбоксана В2 и образова­нием в микрососудах легких тромбоцитных агрегатов, являющихся основным источником тромбоксана В2 [14], что сопровождается раз­витием в эти сроки у собак общей тромбоцитопении [37]. Легочная гипертензия разви­вается и у крыс [21], а у овец в первый час после введения ЛПС давление в легочной артерии повышается  более чем в 3  раза   [53].

Острая легочная реакция на ЛПС включа­ет в себя и увеличение сопротивления посту­пающему в легкие потоку воздуха, по-види­мому вследствие бронхоспазма, что наблюда­ется уже в первые 5 мин у собак [7]. У овец также отмечено значительное уменьшение по­датливости легких к расширению [9, 10], что со временем разрешается со скоростью, обрат­но пропорциональной дозе введенного ЛПС [20]. Через несколько часов после исчезновения ригидности наблюдается увеличение спо­собности воздухоносных путей реагировать бронхоконстрикцией на вдохе [20]. Подобная смена фаз (ригидность, разрешение, повышен­ная  способность  реагировать  бронхоконстрикцией) отмечается и у людей при ОРДС [21, 38]. Вследствие повреждения пневмоцитов 2-го типа значительно снижается выработка сурфактанта [7] и развиваются ателектазы [59], что вместе с отеком, кровоизлияниями и микроэмболией служит проявлением так на­зываемого  «шокового легкого» [51,  59].

Исследования ранней фазы ОРДС на овцах [36] обнаружили пик подъема артериального давления в малом круге кровообращения че­рез 30 мин после введения дошоковых доз ЛПС с нормализацией его к концу 1-го часа опыта. К этому сроку легочный лимфоток достигал своего максимума, увеличиваясь в 5 раз, одновременно снижался уровень белка лимфы. Однако через 2,5 ч концентрация бел­ка лимфы повышалась [36], что авторы объяс­няют увеличением проницаемости кровеносных микрососудов легких. Морфологические иссле­дования легких в 1-й фазе ОРДС, проведен­ные на различных биологических моделях с использованием разных дозировок ЛПС, обна­руживают однотипные изменения [36, 59]. Че­рез 15 мин после внутривенного введения ЛПС определялись аккумуляция, маргинация, дегрануляция и фрагментация полиморфноядерных лейкоцитов (ПЯЛ) и активация лимфоци­тов в легочной микроциркуляции. Еще через 15 мин эти изменения становились более вы­раженными и начиналась миграция ПЯЛ в интерстиций с развитием интерстициального отека. Спустя 60 мин после внутривенной инъекции ЛПС наблюдалось повреждение ПЯЛ, пневмоцитов 1-го типа, эндотелиальных клеток и сосудистых стенок с развитием периваскулярного отека, а еще через 1 ч все за­канчивалось полной деструкцией эндотелиальной выстилки. Параллельно с этими нарушениями развивались общая артериальная гипоксемия при неизмененном рСО2 и нейтропения в крови при одновременном 6-кратном увеличении числа ПЯЛ в легких [36]. Марги­нальный лейкостаз в микрососудах легких на­растал параллельно с подъемом давления в легочной артерии, а миграция ПЯЛ в интер­стиций и повреждение эндотелиальных клеток предшествовали повышению сосудистой про­ницаемости [36]. Если роль ПЯЛ в генезе ги­пертензии еще недостаточно ясна, то роль их в механизме развития отека легких не вызы­вает сомнений [16, 53, 59]. В связи с этим определение внесосудистой легочной жидкости у человека при ОРДС может иметь большую диагностическую и прогностическую ценность [43]. Данные литературы в отношении значе­ния легочной гипертензии в генезе повышенной проницаемости и отека легких Еесьма проти­воречивы. Так, J. Parratt и соавт. [43] пока­ли, что легочная проницаемость не изменя­ется под влиянием давления в микроциркуляторном русле, тогда как I. Shell и соавт. [49], применяя большие дозы ЛПС, обнаружили, что причиной отека легких является повышение капиллярного гидростатического давления. Действительно, ЛПС вызывает уве­личение лимфотока в легких, которое развива­ется во время маргинального лейкостаза и значительной легочной гипертензии, но сохра­няется и позже, когда давление в малом кру­ге кровообращения достигает умеренных вели­чин, а соотношение концентраций протеинов в лимфе и плазме крови становится нормаль­ным [58]. Таким образом, указанные противо­речия могут быть объяснены как сроками на­блюдения, так и дозировками ЛПС. Вместе с тем клинические испытания дезоксибена — ин­гибитора тромбоксансинтетазы у больных с сепсисом и ОРДС показали, что, несмотря на значительное снижение давления в легочной артерии, отек легких не уменьшается   [45].

Следует отметить, что при эндотоксинемии у свиней и собак в микрососудах легких обра­зуются агрегаты ПЯЛ, развиваются альтера­ция мембран микрососудов, как это имеет место в венулах миокарда кроликов при ЭШ [3], и проникновение ЛПС в легочную интерициальную ткань и альвеолярное простран­ство [50]. Авторы [50], изучавшие бактери­альный клиренс, вводили внутривенно свиньям меченные 3Н-тимидином грамотрицательные бактерии в дозах, обусловливающих смерть животных спустя 2—3 ч после введения. Раз-витие типичного ОРДС наблюдалось уже спустя 1 ч после инъекции препарата. Оказа­лось, что развитие ОРДС прямо коррелирует с бактериальным клиренсом, который спустя 1 ч составил 93 % от дозы введенных бакте­рий и постепенно снижался до 29 % парал­лельно с нарастанием гипоксемии и отека легких [50]. В опытах in vitro показано, что при контакте с грамотрицательной бактерией в ПЯЛ значительно усиливаются синтез РНК и их адгезивная способность [4]. Н. Shennib и соавт. [50] считают, что шоковое легкое очи­щается от бактерий не с помощью альвеоляр­ных макрофагов (AM), фагоцитарная функция которых угнетена, а другими путями, в част­ности механическим — при помощи удаления бактерий по цилиоэпителиальному тракту или гнутрисосудистымв результате захвата их лейкоцитами. S. Crocker и соавт. [18] при­держиваются аналогичного мнения: развитие ОРДС при экспериментальной эндотоксинемии прямо связано с высоким уровнем выделения бактерий из крови через легкие. Это подтверж­дается тем фактом, что у собак, в легких ко­торых не выделяется большое количество бак­терий, не развивается значительная легочная недостаточность.

Уже начальная стадия эндотоксинемии у крыс сопровождается появлением большого количества ПЯЛ в альвеолах, причем мигра­ция ПЯЛ сохраняется в течение нескольких дней на фоне вначале внутрисосудистой их секвестрации и повышения проницаемости со­судов [47]. Миграция ПЯЛ в альвеолярное пространство начинается через 18 ч после вве­дения ЛПС в кровь и достигает максимума к 24 ч, когда индекс проницаемости сосудов возвращается к исходному уровню [47]. При больших дозах ЛПС у собак с ЭШ развива­ются схожие изменения [8]. Они заключаются в отеке, частичной деструкции коллагеновых волокон, повышенной миграции ПЯЛ в строму и альвеолярные пространства. В интервале 12—19 ч после инъекции ЛПС ПЯЛ увеличи­ваются в объеме, имеют признаки поврежде­ния, в сосудах обнаруживаются явления лейкостаза. Причем лейкостаз развивается, по мнению некоторых авторов [8], за счет тропности ПЯЛ к поврежденным клеткам эндоте­лия. ПЯЛ могут разрушать эндотелиальные клетки за счет выброса лизосомальных фер­ментов и кислородных радикалов [48, 57]. У людей скопления ПЯЛ при этой патологии в легочных капиллярах могут объяснить нейтропению периферической крови   [15].

Доза внутривенно введенных ЛПС прямо пропорциональна увеличению выделения ПЯЛ из  легких [47]. Абсолютное число ПЯЛ в бронхоальвеолярном лаваже (БАЛ) значи­тельно возрастает к 24 и 48 ч после введения ЛПС крысам в кровь [15]. Однако при инстилляции анестетиков или просто интубации, несмотря на то что ПЯЛ подвергаются агре­гации в сосудах микроциркуляции легких пос­ле введения ЛПС, активированные ПЯЛ не мигрируют из капиллярного русла в воздуш­ные пространства [15]. Эти данные представ­ляют чрезвычайно большой интерес, если их сопоставить с результатами исследований J. Rinaldo и J. Dauber [47], которые сравнили выживаемость крыс и интенсивность нейтрофильного альвеолита, развивающегося после интраперитонеального введения ЛПС, при ды­хании обычным воздухом, содержащим кишеч­ную палочку, и 60 % кислородной смесью. Оказалось, что дыхание гипероксичной смесью уменьшало явления нейтрофильного альвеолита, но повышало летальность в группе экспе­риментальных животных.

Таким образом, все сказанное выше позво­ляет сделать заключение о том, что выведе­ние ЛПС через легкие из организма сопро­вождается развитием нейтрофильного альвео­лита и тяжелыми структурными повреждения­ми ткани легких, развитием ОРДС, а при вы­живании животных — развитием пневмосклероза. Приведенные сведения, так же как и накапливаемые нами данные [6], позволяют не без оснований утверждать, что ведущей транспортной единицей, осуществляющей вы­вод ЛПС из крови через легкие, является ПЯЛ. В связи с этим представляется целесо­образным кратко раскрыть возможное участие ПЯЛ в патогенезе ОРДС. Известно, что пред­варительное истощение системы ПЯЛ в экспе­рименте не снимает легочную гипертензию, но значительно уменьшает повреждение легких, особенно в поздней фазе повышения сосуди­стой проницаемости [13]. Имеются морфоло­гические и биохимические данные, свидетель­ствующие об участии ПЯЛ в повреждении эндотелиальных клеток [11, 12]. Это побудило некоторых исследователей предположить, что деятельность ПЯЛ является важнейшим зве­ном патогенеза ОРДС [16]. В частности, Е. Wardle [59] считает, что секвестрация ПЯЛ с их фрагментацией и высвобождением фер­ментов обусловливает повреждение эндотелия капилляров и увеличение их проницаемости. Авторами обнаружена положительная корреля­ция между аккумуляцией ЛПС в легких, секвестрацией ПЯЛ и подъемом уровня кис­лой фосфатазы в плазме [24]. Известно, что при контакте с достаточно большим количест­вом ЛПС из ПЯЛ высвобождаются такие био­логически активные агенты, как протеазы, лизосомальные ферменты и радикалы кислорода, которые могут повреждать эндотелиальную мембрану и способствовать повышению прони­цаемости [60]. Высвобождение кислородных радикалов из ПЯЛ, секвестрированных в лег­ких, служит причиной и ряда других острых легочных повреждений [61]. Участие кисло­родных радикалов в генезе легочных повреж­дений при выведении ЛПС подтверждается положительным терапевтическим эффектом применения супероксиддисмутазы — фермен­та, превращающего очень токсичный суперок­сид-анион в менее биологически активное соединение — перекись [26, 58]. Однако ис­кусственная лейкопения не предотвращает структурные повреждения легких, и в первую очередь  эндотелиальных клеток при внутривенном введении ЛПС обезьянам [44]. Эти данные, возможно, свидетельствуют о том, что в опытах не была достигнута абсолютная лей­копения. На это указывают и сами авторы [44]. Поэтому результаты подобных исследо­ваний, видимо, не следует трактовать как безусловное доказательство возможности ПЯЛ-независимого ЛПС-индуцированного по­вреждения легких.

Данные об остром повреждении ткани лег­ких протеолитическими ферментами ПЯЛ, вы­свобождающимися под влиянием ЛПС, под­тверждаются и повышением уровня этих фер­ментов в воздухоносных путях у людей с ОРДС [13, 17]. Кроме того, свободные ра­дикалы ПЯЛ ингибируют антипротеиназы в бронхоальвеолярной промывной жидкости у больных с ОРДС и могут потенцировать протеиназоиндуцированное повреждение лег­ких   [17].

ПЯЛ могут участвовать в патогенезе ОРДС через кининовую систему, так как они спо­собны активировать калликреин, поскольку из­вестно, что лейкопении при эндотоксинемии сопутствует значительное увеличение концент­рации кининов в цельной крови [39]. ЛПС активирует также комплемент как классиче­ским, так и альтернативным путем, в резуль­тате взаимодействия между активированными фрагментами комплемента и ПЯЛ в легких создаются условия для развития ОРДС [29, 30]. Содружественно патогенный эффект комп­лемента и ЛПС [29] можно представить в виде следующей цепочки: ЛПС-обусловленное (с помощью прямого протеолитического распа­да нативной С5-фракции комплемента) обра­зование пептидов — повышение адгезивности ПЯЛ и их маргинация — повреждение эндоте­лия микрососудов обусловленное пептидом, со­держащимся в С5 и ПЯЛ. Поэтому вполне логично допустить, что эндотоксинобусловленное повреждение легких при ОРДС является одновременно ПЯЛ-зависимым.

Однако в литературе имеются многочис­ленные данные, свидетельствующие о прямом повреждающем действии ЛПС на эндотелиальные клетки [13]. В частности, N. Kambara и соавт. [31] показали, что этот эффект мо­жет быть обусловлен способностью ЛПС угнетать активность транспорта электронов в митохондриях в результате повышения актив­ности фосфолипазы А2. Вместе с тем некото­рые авторы [19, 33] приводят весьма любо­пытные данные о гетерогенности эндотелиальных клеток в отношении ответной реакции на ЛПС: к нему чувствительны клетки аорты и брыжеечной вены быка, но резистентны клет­ки легочной артерии и полой вены собаки.

Чрезвычайно интересные факты, подтверж­дающие прямое действие эндотоксина, уста­новлены Е. Gaynor и соавт. [25] при введе­нии кроликам в кровь больших доз ЛПС. Оказалось, что в ряде случаев уже через 5 мин после внутривенной инъекции ЛПС в периферической крови обнаруживается большое количество свободноциркулирующих эндотелиальных клеток (от десятков до сотен в двух полях зрения). Это, несомненно, свиде­тельствует о том, что десквамация эндотелия может развиваться еще до маргинального лейкостаза, поскольку для возникновения пос­леднего необходимо более длительное время. В этой связи следует предположить что деэндотелизация имеет следующий механизм раз­вития:  ЛПС,  обладая  тропностью к  субэндотелиальному слою, проникает в межэндотелиальные щели, активирует комплемент, вызы­вает сокращение эндотелия и, таким обра­зом, способствует его десквамации и оголению базальной мембраны сосуда [5].

Клинические исследования раннего перио­да ОРДС, основанные на микроангиографии и биопсиях, выявили диффузный микротром­боз и отложение фибрина в альвеолах по со­седству с легочными макрофагами [27, 54]. При этом наряду с агрегацией тромбоцитов в легочных капиллярах обнаруживались мегакариоциты, что отражает активацию тромбоцитарного ростка костного мозга и высво­бождение предшественников тромбоцитов [59]. Приводятся сведения о том, что ранние отло­жения фибрина отмечаются в непосредствен­ной близости к клеточным мембранам макро­фагов, которые содержат внутривенно введен­ный ЛПС [35]. При этом in vitro в легочных макрофагах установлен быстрый подъем прокоагулянтной активности с пиком ее (до 20—30-кратного увеличения) через 8 ч [35]. В ранние сроки исследования в модельных опытах создания эндотоксинемии имеет место обратная реакция AM на ЛПС: увеличива­ется выделение активатора плазминогена с соответствующим повышением фибринолитической активности в БАЛ [21]. AM могут участвовать в патогенезе повреждения легких при ЭШ, разрушая неколлагеновые компонен­ты (фибронектин) базальной мембраны, а также путем активации комплемента и об­разования кинина через фактор Хагемана [21].

Число активированных AM в БАЛ крити­чески падает ко 2-му часу после внутривенной инъекции ЛПС, и AM остаются неактивными в течение 12 ч [15], а ЛПС сохраняется в ле­гочной ткани [22]. К 3-м суткам наблюдения ЛПС определяется в ПЯЛ, мононуклерах, мигрирующих сквозь стенки легочных сосу­дов, а также в некоторых альвеолярных и бронхиальных макрофагах.

Интересными представляются факты, по­лученные N. Frendenberg и соавт. [23] в опы­тах на крысах. Спустя 12 ч после внутривен­ной инъекции ЛПС определяется в межэндотелиальных щелях, стенках сосудов и бронхи­ол, альвеолах, периваскулярных и перибронхиальных пространствах, что развивается на фоне инфильтрации легочной ткани ПЯЛ. Начиная с 18 ч и до 3-го дня исследования ЛПС обнаруживается только в клетке, пре­имущественно в макрофагах, хотя ПЯЛ, эн­дотелий и альвеолярный эпителий иногда тоже содержат ЛПС. Авторы отмечают по­разительную взаимосвязь между появлением ЛПС-позитивных AM и повреждением ле­гочной ткани. Число ЛПС-положительных AM в БАЛ при этом нарастает постепенно: че­рез 2,5 ч 20 %, через 12 ч 60 %, через 3 дня 100%, между 7-м и 14-м днем 98%, спустя 4 нед 1 %. На основании этих результатов и наличия в терминальном кровотоке ЛПС-позитивных одноядерных фагоцитов N. Fren­denberg и соавт. [23] делают смелое заклю­чение о возможности миграции купферовских клеток из печени в легкие после захвата ими ЛПС для удаления последних из организма. Не исключая возможности подобного тран­спорта ЛПС для удаления его из организма через легкие, равно как и, не отрицая роли макрофагов в патогенезе ОРДС, данные литературы, обобщенные в настоящем обзоре, позволяют нам рассматривать ПЯЛ как ос­новную транспортную систему, обеспечиваю­щую вывод ЛПС из организма через бронхи­альный дренаж. В связи с этим чрезвычайно важным представляется исследование [47], в котором приводятся сведения о происходящей миграции ПЯЛ в альвеолярное прост­ранство спустя 18—24 ч после внутривенного поступления ЛПС, что сменяется возрастани­ем притока макрофагов и распадом эмигри­ровавших ПЯЛ. Таким образом, логично заключить, что ПЯЛ передают ЛПС альвеоляр­ным макрофагам «с рук на руки» не только ценой своей жизни, но и ценой повреждения ткани  легких  с  развитием  ОРДС.

Заключение.

Приведены данные литературы, свидетель­ствующие о том, что эндотоксинемия и соот­ветственно эндотоксиновый (бактериальный) шок     обязаны своим возникновением появлению в крови достаточно большого количества ЛПС (эндотоксина), который высвобо­ждается при гибели грамотрицательных бак­терий. Выведение ЛПС из организма происхо­дит преимущественно через легкие, обусловли­вая развитие в них характерного симптомо-комплекса, названного «острым респиратор­ным дистресс-синдромом». Одним из механиз­мов транспорта ЛПС в легкие является перенос его ПЯЛ, о чем свидетельствует положительная корреляция между появлением и разрушением лейкоцитов в легких и накоп­лением ЛПС в разных легочных структурах при эндотоксинемии. Дальнейшим этапом вывода ЛПС через легкие является захват его макрофагами, что может происходить как в интерстиции, так и в альвеолярном прост­ранстве. Следует думать, что распад эндотоксинпозитивных лейкоцитов наряду с прямым действием эндотоксина играет важную роль в патогенезе острого респираторного дист­ресс-синдрома.


 


ЛИТЕРАТУРА

1.            Авцын А. П. Очерки военной патологии.— М., 1946.

2.            Пермяков Н. К., Галанкина И. Е., Тито­ва Г. П. и др.//Арх. пат. — 1982. — Вып. 3. — С. 19—26.

3.            Покровский В. И. // Тер. арх.— 1986.— № 3. — С. 109—123.

4.            Саркисов Д. С, Пальцын А. А., Кол­кер И. И. и др.//Арх. пат. — 1986. — Вып. 12. —С. 6—13.

5.            Яковлев М. Ю. // Казанск. мед. журн. — 1987. — № 3, —С. 210—211.

6.            Яковлев М. Ю., Крупник А. И., Бондаренко Е. В. и др. // Актуальные вопросы тео­ретической и прикладной иммунологии. — М., 1987.— С. 127—128.

7.            Allison R. С., Murphy Т. L., Weisman I. M. et al.//J. appl. Physiol.— 1981. — Vol. 50.— P. 185—190.

8.            Banna P., Marcello M. F., Murabito R. et al. // Respiratorytion. — 1985. — Vol. 47.— P. 177—184.

9.     Bernard G., Brigham K. //Ed. H. D. Mcin­tosh.— Baylor College of Medicine Cardio­logy Series.— Dallas, 1984. — Vol. 7. — P. 5—22.

10.    Brigham K. L., Begley C., Bernard G. et al.//Clin. Lab. Med. — 1983.— Vol. 3.— P. 719—744.

11.    Brigham K., Meyrick B. // Tissue Cell. — 1984.— Vol.   16.— P.   137—155.

12.    Brigham K., Meyrick B. // Circulat. Res.— 1984.— Vol. 54. —P. 623—625.

13.    Brigham K. L., Meyrick B. // Resp. Dis. — 1986.— Vol. 133. —P. 913—927.

14.    Gazmona R. H., Tsao T. C, Trunkey D. D.// Arch. Surg.— 1984. — Vol. 119. —P. 189— 192.

15.    Chang J. G., Lesser M. // Resp. Dis. — 1984. —Vol. 129.— P. 72—75.

16.    Coalson J. J., Hinshaw L. В., Guenter C. A. //Exp. molec. Path. — 1970. — Vol. 12.— P. 84.

17.    Coechrance C. G., Spragg R. G., Revak S. et al.//Amer. Rev. resp. Dis. — 1983. — Vol.   127,   Suppl. —P.  25—27.

18.    Crocker S. H., Eddy D. O., Obenauf R. N. et al.//Trauma. — 1981. — Vol. 21. — P. 215.

19.    Le Dur A., Chaby R., Szabo L.//J. Bact — 1980.— Vol. 143.— P. 78—88.

20.    Esbenshade A. M., Newman I., Lams P. et al.//J. appl. Physiol. — 1982. — Vol. 53. — P. 967—976.

21. Etoch Т., Kakishita E., Nagai К. // Lung.— 1984.— Vol.   162.— P.  49—58.

22.    Frendenberg M. A., Frendenberg N., Galonos С // Brit. exp. Path. — 1982. — Vol. 63. — P. 56.

23.    Frendenberg N., Frendenberg M. A., Guz­man J. // Virchow Arch. Abt A. Path. Anat.—1984. — Bd   404. — S. 197—211.

24.    Garnett M. E., Godin D. V., Tucher J.M.// Brit. J. Pharmacol. — 1984. — Vol. 83.— P. 15—21.

25.    Gaynor E., Bouvier C, Spaet T. // Scien­ce. — 1970.   Vol.   170.— P.   986—988.

26.    Gray B. //Resp. Dis.— 1983.— Vol. 127.— P. 479—484.

27.    Hill I. D., Ratliff I. L., Parratt I. C. et al.//J. thorac. cardiovasc. Surg. — 1976.—Vol. 71. —P. 64.

28.    Hitchcock P. I., Leive L., Makela P. H. et al.//J. Bact. — 1986. — Vol. 166. — P. 699—705.

29.    Horn I. K, Goldstein I. M., Flick M. R. // J. Surg. Res.— 1984,— Vol. 36. — P. 420— 427.

30.    Jacob H. S. //Acta chir. scand. — 1980. — Vol. 499, Suppl.— P.. 97—106.

31.    Kambara N., Jahagi K., Satake T. et al.// Lung.— 1983.— Vol.   161. —P.   361—368.

32.    Kerstein M. D., Kohler J., Gould S., Moseley P. //Amer. Surg.— 1982. — Vol. 48,— P. 552—554.

33. Kotani S., Takada H., Tlujimoto M. et al. // Infect. Immunol. — 1985. — Vol. 49. — p 225_ 237

34.    Kruis W., Schussler P., Weinzler M. et al.// Dig. Dis. Sci. — 1984. — Vol. 29. — P. 502— 507.

35.    Maick R. V., Gregory В. К, Hahnel M.S.// J. Surg. Res.—1984. — Vol. 36. — P. 362— 370.

36.    Meyrick В., Brigham K. L. // Lab. Invest.— 1983. — Vol. 48. — P. 458—470.

37.    Nagano M., Cuis M. O., Nunes E.//J. Surg. Res.— 1974.— Vol.   17.— P.  417—424.

38.    Newman I. N.//Clin. Chest. Med. — 1985.—Vol. 6.— P. 371—391.

39.    Nies A. S., Ralph P., Williams H. E. et al.//Circulat. Res. 1968. — Vol. 22.— P. 155—164.

40.    Parker M. M., Parrilo J. E. // J. A. M. A. — 1983.— Vol. 250.— P. 3324—3327.

41.    Parker M. M., Parrilo J. E. //Ann. intern. Med. —1984.— Vol.   101, —P.   150.

42. Parratt J. R. //Brit. J. Pharmacol— 1973.— Vol. 47.— P. 12—25.

43.    Parratt J. R., Sharma N., Zeitlin I. J. // Ibid.—   1984.—  Vol.  82. — P.   281—288.

44.    Pingleton W. W., Coalson J. J., Guenter С. А.// Exp. molec. Path. — 1975. — Vol. 22. —P. 183.

45.    Reines H. D., Halushka P. V., Olanoff L. S., Hunt P. S. //Clin. Pharmacol. Ther. — 1985.—Vol. 37. —P. 391—394.

46.    Rietshel E. T., Wollenweber H. W., Brade H. et al. // Handbook of Endotoxin / Ed. E. T. Rietschel. — Amsterdam, 1984.— Vol. A.— P. 187—220.

47. Rinaldo J. E., Dauber J. H. // J. Leukocyt. Biol.— 1985. — Vol.  37. —P.  87—89.

48.    Sachs Т., Moldow C. F., Craddock P. R. et al.//J. clin. Invest.—1978. — Vol. 61.— P. 1161.

49.    Shell I. S., Ramsey L. H. // Amer. Phy­siol. — 1969. — Vol. 217. P.  170—175.

50.    Shennib H., Chu-Jeng Chiu, Mulder V. S., Richards G. K. et al. // Resp. Dis. — 1984.— Vol. 130.— P. 444—449.

51.    Shimizu C. S., Mahour G. H.//J. Surg. Res.—1976. —Vol. 20. —P. 25—32.

52.    Snapper J. R. // Semin. Resp. Med.— 1981.— Vol. 3. — P. 92—96.

53.    Snapper J. R., Bernard G. R., Hinson I. M. et al. //J. Amer. resp. Dis. — 1983. — Vol. 127.— P. 306—309.

54.    Snow R. L., Davies P., Pontoppida H. et al.//Amer. Rev. resp. Dis.— 1982. — Vol. 126.— P. 887.

55.    Takekawa K., Sakanishi N., Tsunoda I. // Bull. Tokyo med. Dent. Univ. — 1983. — Vol. 30. —P. 55—61.

56.    Thijs L. G., Teule G. J. J., Bronsveld W. // Resuscitation.— 1984.— Vol. 11. — P. 147— 155.

57.    Till G. O., Johnson K. F., Kunkel R. et al. //J. clin. Invest.— 1982. — Vol. 69.— P. 1126.

58.    Truber D. L., Adams Т., Los Sziebert J. R., Marshall Stein et al. // Amer. Physiol. Soc. — 1984. — Vol. 58. —P.  1005—1009.

59. Wardle E. N. //J. Ass. clin. Path. — 1980. —Vol. 33. —P. 888.

60. Wong   G., Flynn J., Rembling  R. H.//Arch. Surg.—1984. —Vol. 119. —P. 77—82.

61. Wong G., Fox R., Demling R. H. // Sur­gery. — 1985. —Vol. 97.— P. 300—306.

Поступила  в  редакцию   12.07.87


ENDOTOXIN SHOCK AND ACUTE  RESPIRATORY DISTRESS  SYNDROME

M.   Yu.   Yakovlev,     V.  N.   Galankin,    A.  I.  Ipatov,    N.   V.  Anykina,    N.   O.  Kryukov, I. L. Yakushin


N. A. Semashko Stomatological Institute, Moscow

SummaryLarge amounts of lipopolysaccharides released in blood after death of Gram-negative bacteria are responsible for endotoxinemia and endotoxic shock. Endotoxin is eli­minated  from the body via  different routes including the lungs. One of the mechanisms of lipopolysaccharides transport to the lungs. which respond with acute distress syndrome, is their transfer by polymorphonuclear  leukocytes.